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阿霉素诱导肺癌细胞凋亡的实验研究

阿霉素诱导肺癌细胞凋亡的实验研究

第二军医大学学报1999年第3期


  穆峰 金吴东 蔡瑞君

  摘 要 目的:建立培养肺癌细胞凋亡模型。方法肺癌细胞A549在含20μmol/L阿霉素培养液中培养4h,换用普通培养液培养,在不同时间点收集漂浮细胞,检测漂浮细胞计数,锥虫蓝排斥实验,吖啶橙染色,电镜观察,DNA电泳,流式细胞仪分析。结果:处理的A549细胞形态学表现为锥虫蓝拒染,细胞皱缩变形,细胞膜完整,部分呈泡状突起,细胞核染色质浓聚、边集或碎裂,凋亡小体形成。细胞DNA电泳见梯状电泳带,流式细胞仪检测发现凋亡峰出现,符合凋亡细胞特征。凋亡细胞主要存在于漂浮细胞中,最多出现于改用普通培养液培养10~12h。结论:阿霉素可以诱导A549肺癌细胞发生凋亡。

  

  关键词细胞凋亡 阿霉素 肺肿瘤

  近年来细胞凋亡研究越来越受到重视。研究表明,恶性肿瘤的发生发展过程与细胞凋亡机制紊乱密切相关[1]。为深入研究有关肺癌细胞凋亡机制,更进一步认识细胞毒药物杀死肺癌细胞的原理,我们以阿霉素诱导肺腺癌细胞系A549细胞发生凋亡,建立了A549细胞凋亡的模型。

  1 材料和方法

  1.1 材料 肺腺癌细胞系A549细胞由第四军医大学口腔医学院吴军正教授惠赠。培养于RPMI 1640完全培养液(10%小牛血清,0.2μmol/L谷氨酰胺,青霉素及链霉素各100U/ml)。阿霉素(汕头华明医药有限公司);吖啶橙(AO)染料(Molecular probe Ltd);其余试剂购自华美生物工程公司。

  1.2 细胞凋亡诱导过程 单层铺满于100ml细胞培养瓶中的A549细胞行细胞分裂相同步化(4℃1h),然后换含新鲜配制20μmol/L阿霉素的完全培养液培养4h,撤除含阿霉素培养液,0.01mol/L PBS(pH7.4)冲洗贴壁细胞3次,换用10ml完全培养液培养,按不同时间点分批收集漂浮细胞,1000r/min离心10min,0.01mol/L PBS洗涤2次,待检。用经同步化但未加药处理的细胞作对照。

  1.3 倒置显微镜观察及漂浮细胞计数 100ml培养瓶接种2×106个细胞,用阿霉素诱导,在倒置显微镜下观察,分别在撤除药物后3,6,9,12,15及18h收集离壁漂浮细胞,以细胞计数板计数。

  1.4 锥虫蓝排斥实验 撤除阿霉素后细胞再培养12h,取漂浮细胞悬液90μl加0.4%锥虫蓝10μl混匀,染色3min后用倒置显微镜观察。

  1.5 AO染色观察 撤除阿霉素10 h后取漂浮细胞悬液10μl与10mg/ml AO染液1μl混匀,在Olympus BHF荧光显微镜下观察。

  1.6 电镜观察 撤药10h时将长在盖玻片上的细胞取出,0.01mol/L PBS洗涤,3%戊二醛固定1h,1%四氧化锇固定0.5h后,梯度乙腈脱水置换5min,乙腈低真空干燥40min,镀金6min,用日立S-520型扫描电镜观察。撤药后10h的漂浮细胞离心沉淀块3%戊二醛固定1.5h,梯度丙酮脱水,环氧树脂浸透后包埋,LKB 800型超薄切片机切片,电子镀色,JEOL JEN-2000 EX透射电镜观察。

  1.7 细胞基因组DNA提取及电泳 细胞基因组DNA提取参照文献[2]法操作。配制1.8%琼脂糖凝胶,DNA上样后电泳,2V/cm, 5h, 0.5μg/ml溴乙锭染色,紫外灯下观察。

  1.8 流式细胞仪检测 撤药继续培养10 h的贴壁细胞以胰酶消化,0.01mol/L PBS洗涤,50%冷乙醇固定,0.01mol/L PBS再洗涤2次后,以碘丙啶(PI)染色15min,Coulter FLITE ESP型流式细胞仪检测。

  2 结 果

  2.1 倒置显微镜观察 A549细胞为贴壁上皮型细胞,阿霉素作用4h后细胞核仁明显,但贴壁能力正常。撤药再培养4~5h后出现漂浮细胞,并逐渐增多,该细胞体积缩小,胞膜完整,轮廓为类圆型或有胞膜泡状膨出,而少部分贴壁细胞亦有胞膜突起,呈桑椹样,单纯同步化对照细胞无上述表现。不同时间点每瓶漂浮细胞数量见图1,漂浮细胞数在撤药后5~12h呈直线增加,12h后增加速率明显减慢,曲线呈“S”型。倒置显微镜下,以锥虫蓝染色3min的漂浮细胞仍出现拒染。

图1 阿霉素作用A549细胞后各时间点漂浮细胞数

  Fig 1 Detached cell counting at different time points after treatment with doxorubicin

  2.2 AO染色荧光显微镜观察 漂浮细胞较正常细胞体积变小,呈桑椹状或梅花状,细胞膜完整,膜上有一处或多处泡状膨出或突起,胞核染色质染为亮黄绿色,染色质浓聚,碎裂为块状或球状,沿细胞核内侧排列,或边集呈新月状,部分浓聚染色质进入细胞质或胞膜泡状膨出内,有的细胞裂解成数个细胞膜完整的小体,内含浓聚染色质(图2)。

图2 AO染色凋亡细胞形态(×40)

  Fig 2 Apoptosic cells stained with acridine orange(×40)

  2.3 电镜观察 扫描电镜下见细胞膜表面微绒毛消失,细胞皱缩或有泡状突起。透射电镜下见绝大多数细胞膜完整,细胞质内细胞器基本正常,染色质浓聚,沿核膜内侧边集(图3),部分细胞呈放射状崩裂,形成许多细胞小体,细胞小体内含点状浓聚染色质及正常细胞器,其胞膜完整。

图3 凋亡细胞染色质边集(×5 000)

  Fig 3 Chromatin margination of apoptotic cells(×5 000)

  2.4 细胞DNA电泳 DNA电泳带呈梯状,产生180~200bp片段(图4)。

图4 细胞DNA琼脂糖电泳显示DNA电泳带呈梯状

  Fig 4 DNA ladder at agarose gel electrophoresis

  2.5 流式细胞仪检测 撤药后10h收集的贴壁细胞在G1期前出现一个陡立的凋亡峰,占细胞总数5.5%。

  3 讨 论

  3.1 肺癌细胞凋亡模型的成功建立 确定细胞凋亡主要依据形态学及生物化学特征[3]。本实验形态学观察发现细胞体积缩小,胞膜皱折起泡,胞膜完整,细胞质内细胞器正常,胞核染色质浓聚,边集,细胞核碎裂为多个嗜锇性团块,进入细胞质及膜小泡中,细胞小泡可脱离细胞,细胞裂解为多个包膜完整、内含浓聚染色质团块的小体,这些形态学表现符合细胞凋亡的特征。锥虫蓝染色是鉴别细胞膜完整性的方法,以阿霉素作用过的肺癌细胞进行锥虫蓝排斥试验发现拒染,说明细胞膜的通透功能没有受到明显破坏,细胞膜在细胞受处理过程中保持了功能完整性,符合凋亡细胞膜的特征。 细胞DNA电泳带呈梯状,基因组DNA被切割为180~200bp的不连续片段,说明核酸内切酶已被激活,符合细胞凋亡的生物化学标准。 Darzynkiewice 等[4]总结了凋亡细胞的流式细胞仪检测特征。本实验流式细胞仪检测结果经电脑软件分析亦说明G1期细胞峰前存在一小群细胞(占5.5%),其特征符合凋亡的特征,说明在此条件下阿霉素已诱导A549细胞凋亡。

  3.2 凋亡细胞动力学 Evans等[5]以顺铂诱导肝癌细胞凋亡,发现贴壁细胞中凋亡细胞只占1%~4%,而漂浮细胞中凋亡占62%。我们以贴壁细胞行流式细胞仪分析的结果与此相近,贴壁细胞中凋亡细胞只占5.5%,因此,后来对凋亡细胞的研究主要集中于漂浮细胞。虽然漂浮细胞中也存在一定比例的坏死细胞及细胞碎片,但是短时间内漂浮细胞数量改变主要反映了凋亡细胞数目的变化。我们以漂浮细胞数量绘制曲线,目的就是希望找出短时间内产生较多凋亡细胞的时间点,为今后的研究打下基础。绘制的曲线呈S型,撤药以后培养6~12h内凋亡细胞急剧增多,12h产生凋亡细胞的速度明显减慢。出现这种现象的原因是多方面的,由于加药前采取了细胞同步化,这样细胞对药物的反应就更趋向一致,因此可以在短时间段内诱导出大量凋亡细胞。在相同条件下部分A549细胞出现凋亡,但是却还有一部分细胞贴壁存活,这可能是所用的阿霉素的杀伤强度不十分强烈及肿瘤细胞异质性造成的。

  总之,我们以20μmol/L阿霉素处理A549细胞,成功地诱导A549细胞发生凋亡。凋亡细胞主要存在于漂浮细胞中。在药物作用撤除10~12h后可以得到较大量凋亡细胞。该实验为今后细胞凋亡实验研究打下一定基础。

  作者单位:穆峰 蔡瑞君 第二军医大学军医系1985届毕业生,第一军医大学南方医院胸心外科,

  广州,510515

  金吴东 第一军医大学南方医院放疗科

  穆峰,男1962年6月生,博士主治医师

  参 考 文 献

  [1] Marx J. Cell death studies yield cancer clues. Science, 1993, 259(5096): 760

  [2] 鄂 征. 组织培养技术. 第2版. 北京:民卫生出版社,1993. 258

  [3] Kerr JF, Winterford CM, Harmon BV. Apoptosis. Its significance in cancer and cancer thepapy. Cancer, 1994, 73(8): 2013

  [4] Darzynkiewicz Z, Bruno S, Del Bino G, et al. Features of apoptotic cells measured by flow cytometry. Cytometry, 1992, 13(8): 795

  [5] Evans DL, Dive C. Effects of cisplatin on the induction of apoptosis in proliferating hepatoma cells and nonproliferating immature thymocytes. Cancer Res, 1993, 53(9): 2133


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