转化生长因子β和胃癌

世界华人消化杂志 1998年第7期第6卷 文献综述

作者：张朋彬1　徐采朴2

单位：1第三军医大学新桥医院消化内科　重庆市　400037；2第三军医大学西南医院消化内科　重庆市　400038

关键词：胃肿瘤；转化生长因子β；受体，转化生长因子β

　　subject headings　stomach neoplasms; transforming growth factor beta; receptors, transforming growth factor beta

　　中国图书资料分类号　R735.2

　　细胞失去对生长调节信号的应答，是肿瘤发生、发展的一个重要因素. 调控细胞生长的信号多通过细胞周期G1期而起作用，越过该期，细胞的生长几乎不再受外界生长信号的影响. 表皮生长因子、血小板源性生长因子，通过作用于G1期而促进细胞生长；另外一些生长因子通过该期抑制细胞生长，如转化生长因子β(transforming growth factor, TGF-β).

　　1　TGF-β及其受体分类

　　TGF-β是一类具有多功能的生长因子家族，在人类有三种，TGF-β1，TGF-β2，TGF-β3，目前研究最多的是TGF-β1. tGF-β受体也有三种，即受体Ⅰ(receptor Ⅰ，RⅠ)、受体Ⅱ(receptor Ⅱ,RⅡ)和受体Ⅲ(receptor Ⅲ, RⅢ). RⅠ和RⅡ均为跨膜糖蛋白，Mr分别为53 000和75 000，胞内功能区都有丝氨酸/苏氨酸激酶活性. 信号传导时，TGF-β先与RⅡ结合，后者再激活RⅠ，由RⅠ引发细胞内相关生长信号的变化. RⅠ和RⅡ在信号传导中相互作用，缺一不可；RⅢ为蛋白糖苷，Mr约280 000～330 000，不是传导信号所必须［1］.

　　2　TGF-β对细胞生长的影响

　　TGF-β通过旁分泌或自分泌方式，对细胞的生长分化进行调节. 它能促进间源性细胞生长，但对上皮源性细胞却有生长抑制作用，如能够抑制胃肠道粘膜上皮、表皮上皮的生长等. 此外，它还能抑制免疫反应，调控细胞外基质合成等. 在上皮源性细胞，TGF-β通过G1期抑制C-myc基因表达及细胞周期蛋白依赖激酶(Cdks)的活性，使视网膜瘤蛋白(PRB)去磷酸化，细胞不能从G1期进入S期，生长发生停顿［2］. tGF-β功能出现缺陷时，可引发许多疾病，如肿瘤、炎症等.

　　2.1　对正常胃粘膜细胞生长的影响　TGF-β能够抑制正常胃粘膜细胞的生长. Yoshiura研究发现，体外培养兔胃粘膜细胞时，在培养基中加入表皮生长因子后，细胞的C-myc基因表达、DNA合成速度和细胞生长速度均明显增加；若同时加入TGF-β1，细胞上述增长指标(C-myc基因表达，DNA合成速度)显著下降(P＜0.01)，细胞生长速度也相应下降，其下降程度与培养基中TGF-β1的浓度呈正相关［3］. 在另一动物试验中，15例TGF-β1杂合缺失小鼠，有10例胃粘膜出现过度增生，而且这些病变主要位于小弯侧［4］. 提示缺乏TGF-β的抑制作用，将会促进胃粘膜细胞生长.

　　2.2　对胃癌细胞的作用　除抑制正常胃粘膜细胞生长外，TGF-β对于胃癌细胞也具有生长抑制作用，并可使胃癌细胞发生凋亡. Ito在观察TGF-β1对TMK-1和MKN-28两株胃癌细胞的作用时发现，TGF-β1能降低TMK-1细胞内P34cdk-2活性，PRB磷酸化水平下降，细胞生长受到抑制，且受抑制程度与TGF-β1浓度呈正相关；不受TGF-β1抑制的MKN-28细胞，在TGF-β1作用时，其胞内P34cdk-2和PRB无明显变化. 提示P34cdk-2和PRB介导了TGF-β对胃癌细胞的生长抑制作用［5］. Yanagihara在细胞培养时发现，TGF-β1能够抑制两株胃印戒细胞癌的生长，癌细胞受抑制的程度与TGF-β1的浓度(0ng/ml～4ng/ml)呈正相关，加入抗TGF-β1多克隆抗体可阻断这一抑制作用；在TGF-β1(3ng/ml)作用24h后，去除TGF-β1，癌细胞活性未见恢复，仍逐渐下降，说明癌细胞已发生了不可逆的变化，细胞已发生死亡；形态学上可见癌细胞染色质浓缩、核碎裂和坏死小体，电泳显示DNA由180bp左右的倍数片段组成；若在培养基中加入能抑制蛋白合成的环已酰亚胺(cyxloheximide)，则可阻断TGF-β1的致死亡作用，说明在细胞死亡中有新的蛋白合成. 这些特点均提示细胞死亡形式为凋亡［6］.

　　3　TGF-β及其受体在胃癌组织中的表达

　　尽管TGF-β对胃癌细胞具有生长抑制作用，但临床研究发现，一些胃癌组织中TGF-β表达较正常组织和癌旁组织要多. 在正常胃粘膜组织，TGF-β1主要位于壁细胞及上皮粘液细胞，TGF-β2主要存在于主细胞，TGF-β3在壁细胞、主细胞和粘液细胞均存在；而在胃癌组织，癌细胞同时明显地表达了TGF-β1，TGF-β2和TGF-β3，Northern杂交显示癌组织中TGF-β1和TGF-β2 mRNA的表达分别比正常胃粘膜组织高出4.8倍和6倍［7］. 而在细胞培养中，一些胃癌细胞株并不受TGF-β抑制［6,8］. 说明胃癌细胞通过某种途径逃脱了TGF-β的抑制作用，而这个途径可能是胃癌发生、发展的一个重要环节. 有人发现在胃癌组织中TGF-β1 mRNA和白介素-10表达阳性率分别为79%和62%，而在正常组织中则为31%和17%，二者相差非常显著. 由于TGF-β具有免疫抑制作用，该文作者认为TGF-β在胃癌组织中的过度表达，使局部免疫反应受到抑制，从而促进了肿瘤的发展［9］. 但该解释忽略了TGF-β对胃癌细胞的生长抑制作用.

　　由于RⅠ和RⅡ为传导信号必不可少的，因此可以认为，若靶细胞缺乏RⅠ或RⅡ，甚至二者均缺乏时，TGF-β不能对靶细胞产生效应. 实验研究也证实了这一点，即TGF-β只能抑制同时表达RⅠ和RⅡ的胃癌细胞生长，缺乏其一或均缺乏的则不能［7］. Ito对17例胃癌组织标本通过原位杂交、免疫组化等方法分析胃癌组织中TGF-β RⅠ的表达情况，与正常组织相比，有14例(82%)癌组织标本TGF-β RⅠ明显减少；细胞培养则发现，受TGF-β抑制的胃癌细胞株RⅠ表达正常，而不受其抑制的胃癌细胞几乎无RⅠ的表达. 同时，RⅠ表达减少与胃癌的浸润有关，在4例局限于粘膜肌层的胃癌，只有2例RⅠ表达减少，10例侵及浆膜层的胃癌，9例RⅠ表达减少，而3例侵犯到浆膜外的胃癌，RⅠ表达均减少［10］. Park将胃癌细胞对TGF-β的反应性与TGF-β受体的表达情况进行对比观察，在RⅠ表达均正常的8株胃癌细胞中，只有一株对TGF-β的抑制作用较敏感，另外7株均不受其抑制；Northern杂交显示受抑制的胃癌细胞RⅡ mRNA表达正常，另外不受其抑制的7株胃癌细胞RⅡ mRNA表达均不正常，表现为无表达、表达减少、表达不完全等；Western杂交结果与Northern杂交相符［11］. 在伴有微卫星不稳定(microsatellite instability, MI)的胃癌组织，RⅡ的突变率可高达71%［12］. 提示TGF-β受体的突变，使胃癌细胞逃脱了TGF-β的抑制作用.

　　多数研究发现，RⅡ的突变与其基因709-718区内的Poly(A)10的腺苷酸的缺失或插入有关，使基因发生框架移动，生产出异常的RⅡ受体. 这种现象与MI有关［12，13］. MI指基因组中散在的短个重复序列，它在DNA复制时容易产生错配，即碱基的插入或缺失，这种错配由体内错配修复系统(mismath repair, MMR)来纠正［14］. 目前人类已定位了四个MMR基因：hMSH2, hMLH1,hPMS1,hPMS2，它能特异地结合到错配的核苷酸处，启动修复工作. 当该系统有缺陷，不能纠正DNA的复制错误时，就会出现MI，使相关基因(如肿瘤基因和抑癌基因)自发突变率升高，相应地肿瘤发生率也增高.

　　尽管目前尚未见对TGF-β受体表达不正常的胃癌细胞进行转基因治疗，但在其他TGF-β受体表达不正常的肿瘤细胞，进行转基因治疗后，细胞的生长特性出现了明显变化. 如在RⅠ表达减少的结肠癌细胞，进行RⅠ转基因治疗后，转染细胞恢复了对外源性TGF-β1的应答，细胞生长和集落形成能力也下降，在低的浓度即停止生长，转染细胞在裸鼠体内生成肿瘤的能力也下降［15］. 由于Poly(A)10一腺苷酸缺失而致RⅡ发生突变的结肠癌细胞,不受TGF-β抑制，进行RⅡ转基因后，细胞RⅡmRNA和蛋白均出现表达，细胞表型向良性转化；抗TGF-β1抗体可刺激转染细胞生长，但未转染细胞则无此现象，说明转染细胞获得了自分泌TGF-β的负调控作用［16］.

　　3　TGF-β对细胞外基质的影响

　　TGF-β对细胞外基质的合成也有影响，它可能与肿瘤的某些生物学行为有关. Mahara对20例胃癌组织进行免疫组化研究发现，TGF-β1表达与纤维化呈正相关；细胞培养时，源于胃硬癌的癌细胞表达了较强的TGF-β1，并使纤维母细胞胶原产生增加；当加入抗TGF-β1抗体后，胶原产生下降42%(P＜0.01)［17］. Ura发现能产生TGF-β的胃癌细胞能使培养基中的胶原纤维收缩，并认为TGF-β可能在皮革样胃的形成中起了重要作用［18］.

　　总之，TGF-β在胃癌的发生、发展中具有重要作用. TGF-β受体的突变可能是胃癌细胞逃脱其抑制的一个重要因素. 对TGF-β受体表达异常的胃癌细胞进行转基因治疗，在肿瘤的防治中有着积极意义.

　　4　参考文献

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　　通讯作者　张朋彬

　　收稿日期　1998-04-20