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TGFβ1基因对肝癌细胞癌基因表达的体外观察

TGFβ1基因对肝癌细胞癌基因表达的体外观察

  第二军医大学学报1999年第20卷第5期

封岩 曹广文 张晓琴 高峰 孔宪涛

  摘 要 目的:观察转化生长因子β1(TGFβ1)转入对肝癌细胞系癌基因表达的影响。方法:pL(TGFβ1)SN和相应重组病毒上清用脂质体转染包装细胞及肝癌细胞,经G418筛选后,进行免疫组化染色,观察癌基因蛋白表达的改变。结果:提取的TGFβ1cDNA连接物经酶切鉴定,证明有正向插入及反向插入两类。病毒上清TGFβ1含量在16~41ng/ml,套式PCR后均出现290bp条带。转基因后肝癌细胞癌基因蛋白免疫组化染色结果:c-myc,c-met及ras癌基因表达,反向TGFβ1转入者为(+)~(++),而正向转入均为(-)。免疫组化检测其TGFβ1表达蛋白,空白对照染色(±),正向则为(++)。结论:正向插入的TGFβ1cDNA可使癌基因c-myc,c-met及ras表达减少,提示它在体外对肝癌细胞具有负调控作用。

  关键词:转染生长因子β1 肝肿瘤 癌基因

  转化生长因子β1(TGFβ1)为一种细胞因子,通过调节细胞周期因子、转录因子、生长因子、粘附分子和细胞基质基因的启动、转录、降解等环节而实现其促进或抑制细胞生长的功能。现已明确TGFβ1在肝纤维化中起重要作用,它可以引起肝癌的癌细胞凋亡。我们将正、反向插入的TGFβ1[1,2]转入肝癌细胞,通过TGFβ1的表达,观察癌基因表达的变化,为肝癌基因治疗探讨新方法。

  1 材料和方法

  1.1 材料 含TGFβ1基因的大肠杆菌(HB101)冻干菌,ATCC产品;逆转录病毒载体pLXSN,美国Fred癌症研究中心Miller博士惠赠;工具酶及DNA分子质量标记等购自华美公司;G418,LipofectamineTM,为美国LifeTechnologies公司产品;Polybrene,Sigma公司产品;RNA抽提试剂,为湖南来福生物工程公司产品;PCR仪,美国PerkinElmer公司产品,2400型;Neo基因内外引物,PA317,Ψ2,SMMC7721及HepGⅠ细胞均由第二军医大学微生物学教研室提供。

  1.2 重组逆转录病毒载体的构建 TGFβ1及pLXSN的抽提、纯化、酶切、连接参见《分子克隆》一书,TGFβ1插入位点为EcoRⅠ,插入片段为2.138kb;pLXSN片段为5.8kb,连接后用BamHⅠ及XhoⅠ酶切鉴定插入方向。

  1.3 TGFβ1基因的转染及阳性克隆筛选 分别用正、反向pL(TGFβ1)SN在脂质体介导下等量转染PA317,Ψ2,SMMC7721及HepG1细胞,经G418400μg/ml筛选后过滤,吸取阳性病毒上清,在polybrene8μg条件下继续感染包装细胞,48h后吸取第1代病毒液及各代病毒液,感染肝癌细胞方法相同。

  1.4 阳性病毒上清TGFβ1的检测 采用GenezymeELISA试剂检测,除样品用1mol/LHCl及1mol/LNaOH活化外,余同一般试剂操作步骤,采用的是双抗体夹心法。

  1.5 阳性病毒上清Neo基因检测 抽提病毒上清中的RNA,用套式RT-PCR扩增目的DNA,外引物上游5′-CGTTGTCACTGAAGCGGGAAGG-3′,下游5′-CCATGATATTCGGCAAGCAGGC-3′;内引物上游5′-TGCTATTGGGCGAAGTGCCG-3′,下游5′-ACAAGACCGGCTTCCATCCG-3′。PCR条件:94℃,50℃,72℃均30s,各进行30个循环,产物电泳观察结果。

  1.6 阳性克隆玻片制备、免疫组化检测 SMMC7721及HepG1细胞经转染、G418筛选后,待克隆铺满瓶底,传代时加入12mm×50mm薄玻片,培养48h后取玻片用链霉亲和素-辣根过氧化物酶法(S-P法)检测c-myc,c-met及ras基因蛋白。结果判定:阳性切片按阳性细胞数>5%,25%~45%,>45%分为(+),(++),(+++)3级,c-myc,c-met以细胞核、胞质棕黄着色,而ras以胞质染色为主。

  2 结 果

  2.1 重组TGFβ1基因的方向鉴定 质粒载体pBR327为5.2kb,其中TGFβ1为2.138kb,载体3.27kb,插入端为EcoRⅠ位点,插入片段从5′端起含以下酶切位点:XhoⅠ(671),PstⅠ(711),BamHⅠ(1718),见图1。TGFβ1插入pLXSN后可产生正向和反向两种形式,通过酶切电泳计算可鉴定其插入方向,用BamHⅠ酶切正向插入者可产生0.42及7.52kb片段,反向则产生1.72及6.22kb片段;用XhoⅠ酶切正向产生1.47及6.47kb片段,反向产生0.67及7.27kb片段。

  图1 重组逆转录病毒载体的结构

  Fig 1 Structure of recombinant retroviral vectors

  LTR: Long terminal repeat; TGF β1: Transforming growth factor β1

  SV: Simian virus; Neo: Neomycin resistant gene

  2.2 病毒上清的检测 随机取正、反向TGFβ1感染包装细胞后吸取的阳性病毒上清4份,其中正向3份,反向1份,用ELISA检测其TGFβ1含量,分别为16,41,27及23ng/ml;同时对它们进行Neo基因检测,第1轮PCR后电泳能见2条带,位置在411bp左右,第2轮后电泳均出现条带,位置在290bp左右(图2)。

  图2 Neo基因PCR分析结果

  Fig 2 PCR analysis of Neo gene

  Lane 1,2 and 4: Positive pL(TGFβ1 )SN-PA317 cell culture fluid; Lane

  3: Reverse pL(TGFβ1 )SN-PA317 cell culture fluid; Lane 5:

  pGEM-7Zf(+)/Hae Ⅲ DNA markers; Lane 6~8:Positive pL

  (TGFβ1)SN-PA317 cell culture fluid (single primer)

2.3 肝癌细胞系SMMC7721的癌基因免疫组化结果 分别对转染正、反向TGFβ1基因及空载体经筛选后的阳性7721细胞进行免疫组化检测,结果转染空载体者,c-myc表达(++),c-met为(+++),ras为(+);转染反向TGFβ1基因者c-met表达(++),余同空载体组;而转染正向TGFβ1基因者,3种癌基因蛋白表达均为阴性。图3显示了部分结果。

图3 SMMC7721细胞转染不同载体后c-myc表达的免疫组化染色结果

  Fig 3 Expression of the oncogene c-myc in SMMC 7721,the hepatocellular carcinoma

  modified with different vectors by immunohistochemical staining

  A:Vacant vector (×2000);B:Reverse TGFβ1(×2000);C:Positive TGFβ1(×100)

  2.4 7721细胞的TGFβ1免疫组化结果 用含正向pL(TGFβ1)SN的包装细胞上清感染7721细胞,经G418筛选后对阳性细胞进行TGFβ1表达蛋白的免疫组化分析,并与7721细胞作对照(空白),结果空白对照染色(±),正向染色(++)。

  3 讨 论

  TGFβ是一种多功能调节因子,至少有5种亚型,可在多种器官中产生。在肝脏,TGFβ1主要在非肝脏细胞表达,在肝脏及一些肝癌细胞系能引起细胞凋亡。Orsatti等[3]认为,TGFβ在肝癌形成中起作用,他们通过对14例HCCs进行免疫组化染色,3例(21%)中检测出TGFβ;而Chen等[4]认为TGFβ在肝癌细胞系Hep3B可引起细胞凋亡,并有剂量依赖关系;Gressner等[5]则有不同结果,研究大鼠和肝癌细胞,通过免疫组化研究TGFβ表达,认为肝细胞有诱导自分泌的能力,并由TGFβ介导凋亡,而肝癌细胞,因它们有TGFβ抗性,可以旁分泌的方式产生TGFβ介导的癌周围肝细胞的凋亡。

  我们用正向TGFβ1转染SMMC7721细胞,其免疫组化染色增强,为(++),而空载体对照则为(±),说明TGFβ1已转入肿瘤细胞,并表达蛋白,这和ELISA及RT-PCR检测阳性病毒上清中的TGFβ1和Neo基因一样,可以方便、可靠地确定转染是否成功。Factor等[6]认为,在体内和体外TGFβ1是肝细胞生长的潜在性抑制因子,在研究TGFβ1转基因和c-myc/TGFβ1共转基因小鼠时,发现TGFβ1过度表达可引起肝癌形成。Tsai等[7]在系列研究中发现,尿中TGFβ1可以充当肿瘤标志物,尤其在血清中AFP浓度较低时,作为AFP的补充,以区别肝硬化及肝癌,尿中TGFβ1浓度升高,在肝硬化性肝细胞癌时可作为肿瘤标志和预后差的标志。

  TGFβ1和TNF,IFN一样[8,9]对多种上皮性肿瘤细胞(肺癌、乳腺癌、结肠癌)的体外增殖起负调节生长作用。有作者[10]在研究肺癌PLA-801D细胞时发现正向TGFβ1可抑制其体内外增殖,机制为转染细胞c-myc基因表达降低,nm23基因表达增加以及诱发细胞凋亡,使得裸鼠体内成瘤率降低,成瘤时间延迟,肿瘤体积缩小。也有作者[11]运用肺腺癌LM3细胞,成瘤后瘤体内注射PMAMneo-TGFβ1质粒DNA(50μg/μl),结果使得T739小鼠肿瘤生长显著增快,认为TGFβ1对免疫系统有抑制作用,机制可能为通过破坏机体的免疫监视和免疫杀伤作用,或通过旁分泌作用刺激间质而间接促进肿瘤的生长。我们的结果支持前一种结论,转染SMMC7721细胞后c-myc,c-met,ras癌基因表达均下降,体现在转染后G418筛选上,正向转染的需49~50d阳性克隆才能铺满瓶底,而反向的则仅需31~43d,空载体为30~40d,说明TGFβ1对肝癌细胞生长有抑制作用,其详尽机制尚需进一步研究。

  作者简介:封 岩,男,1961年12月生,博士,副研究员,现在海军医学研究所五室

  作者单位 封 岩 高 峰 孔宪涛 第二军医大学长征医院临床免疫中心,上海,200003;

  曹广文 张晓琴第二军医大学基础医学部微生物学教研室

  参考文献

  1 Cao GW, Kuriyama S, Du P, et al. Construction of retroviral vectors to induce strong hepatoma cell-s pecific expression of cytokine genes. J Gastroenterol Hepatol,1996, 11(12): 1053

  2 Miller AD, Miller DG, Garcia JV, et al. Use of retroviral vectors for g ene transfer and expression. Methods Enzymol,1993, 217: 581

  3 Orsatti G, Hytiroglou P, Thung SN, et al. Lamellar fibrosis in the fibrol amellar variant of hepatocellular carcinoma: a role for transforming growth fact or beta. Liver, 1997, 17(3):152

  4 Chen RH, Chang TY. Involvement of caspase family proteases in transforming gr owth factor beta induced apoptosis. Cell Growth Differ, 1997,8(7):821

  5 Gressner AM, Lahme B, Mannherz HG, et al. TGF-beta-mediated hepatocellu lar apoptosis by rat and human hepatoma cells and primary rat hepatocytes. J He patol, 1997, 26(5):1079

  6 Factor VM, Kao CY, Santoni RE, et al. Constitutive expression of mature t ransforming growth factor beta 1 in the liver accelerates hepatocarcinogenesis i n transgenic mice. Cancer Res, 1997, 57(11): 2089

  7 Tsai JF, Chuang LY, Jeng JE, et al. Clinical relevance of transforming gr owth factor-beta 1 in the urine of patients with hepatocellular carcinoma. Med icine (Baltimore), 1997, 76(3): 213

  8 Cao GW, Kuriyama S, Du P, et al. Complete regression of established murin e hepatocellular carcinoma by in vivo tumor necrosis factor α gene transfe r. Gastroenterology, 1997, 112(2):501

  9 曹广文,杜 平,杨文国,等. 携带HuIFN-β cDNA的重组逆转录病毒载体的构建及在 肝癌细胞中的特异表达. 第二军医大学学报,1996,17(4):301

  10  杨和平,陆应麟,沈寒放,等. 转化生长因子β1正反义基因对肺巨细 胞癌细胞体内外增殖的影响.中华肿瘤杂志,1997,19(2):89

  11  高 平,陆应麟,葛学铭,等. TGFβ1质粒DNA直接瘤内注射对小鼠肿瘤生长 的影响,中华肿瘤杂志,1997,19(2):93


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